Recuento de plaquetas en frotis sanguineos.

MATERIAL:

• MICROSCOPIO
• PAPEL
• LÁPIZ

REACTIVO:

PANÓPTICO RÁPIDO.

ACEITE DE INMERSIÓN

MUESTRA:

SANGRE CAPILAR O VENOSA.

TÉCNICA:

1. Realizamos un frotis con la sangre
2. El frotis una vez seco lo sumergimos en el panóptico rápido y dejamos secar.
3. ponemos una gota de aceite de inmersión en la zona de observación .
4. contamos el numero de plaquetas presentes en 10 campos.
5. calculamos la cifra media de plaquetas en 10 campos.

LECTURA DE RESULTADOS:

PLT/mm3 = PLT/C (10 CAMPOS) X 20000.

INTERPRETACIÓN CLÍNICA:

Cuando se observa una extensión sanguínea con el objetivo de inmersión , en condiciones normales debe de haber 1 plaqueta por cada 10-20 hematíes.

Cuando el numero de plaquetas por milímetro cubico de sangre es inferior a 130000 se dice que hay una trombopenia o trombocitopenia y superior a 400000 trombocitosis . 

Estudio Concentrado De Leucocitos.

MATERIAL

• Tubo de centrifugadora.
• Centrifugadora.
• Pipeta pasteur.
• 2 portaobjetos.

REACTIVO: 

Panóptico rápido y  Aceite de inmersión.

MUESTRA:

Sangre capilar o venosa.

FUNDAMENTO:

1. Mezclamos la sangre y el anticoagulante.
2. Centrifugamos la sangre a 1500rpm durante 15 minutos.
3. Retiramos el sobrenadante osea plasma.
4. Cogemos la capa intermedia también llamada capa leucoplaquetaria.
5. Extendemos un par de gotas sobre el porta en forma de frotis.
6. Teñimos el frotis en el reactivo .

LECTURA DE RESULTADOS:

La observación microscópica permite el estudio de numerosos leucocitos de todos los tipos .Facilita la visualización de múltiples plaquetas.

TINCION SUPRAVITAL CON AZUL DE METILENO .

MATERIAL:

Microscopio óptico. 
portas y cubres.
Tubos de hemolisis.
Pipeta Pasteur.
Papel parafilm.
Matraz Aforado 

REACTIVOS:
Azul de Metileno.

Oxalato potásico.

Agua destilada.

MUESTRA:
Sangre capilar fresca o Venosa anticoagulada.

 FUNDAMENTO: Tiñe los núcleos celulares.

TÉCNICA:

• Preparamos el colorante :

1. Azul de Metileno 0,5g.
2. Oxalato potasico 1,6g.
3. Agua destilada 100ml.

• En un Matraz aforado vertemos el preparado de colorante ,agitamos la mezcla durante un minuto .. cogemos el tubo de hemolisis y vertemos dos gotas de sangre y dos gotas del preparado.
  
  
  
  
  
  
• Tapamos con papel parafilm el tubo de hemolisis y dejamos reposar a temperatura ambiente la mezcla durante 10 minutos.
• Al cabo de ese tiempo aspiramos con la ayuda de la pipeta pasteur uno o dos gotas de la mezcla y la depositamos en el portaobjetos 
• Cubrimos la mezcla del portaobjetos con un cubre .
• Observamos la preparación con el microscopio óptico con el objetivo de 40x.

RESULTADO:

La observación al microscopio debe ser rápida ya que las células no tienen un periodo de vida larga.

Podemos observar los núcleos celulares teñidos .

hoja de trabajo:

¿ En que se diferencia una tincion vital de una supravital? la vital tiñe las células de dentro de la celula y la supravital tiñe los tejidos o organos fuera del organismo.

¿Cuales son los colorantes vitales mas utilizados?   ROJO NEUTRO.

¿Que tipo de estructuras tiñe selectivamente el verde Jano? TIÑE MITOCONDRIAS Y OTROS ORGÁNULOS CELULARES.

¿Cuales son las ventajas de una tincion supravital? QUE SE OBSERVAN LOS ÓRGANOS O TEJIDOS FUERA DEL ORGANISMO.

¿Cuales son los incovenientes? QUE SI NO SE OBSERVA RAPIDAMENTE ,LAS CÉLULAS PUEDEN MORIR.

PREPARACIÓN DE GOTA GRUESA:

MATERIAL :

• Un tubo capilar heparizado.  si la muestra es capilar, o no heparizado, si la muestra es sangre venosa anticoagulada.
•  Una Pipeta Pasteur.
• 2 Portaobjetos
• 2 Cubetas de tincion con sus reactivos cestillos.

REACTIVOS:

• Metanol
• Agua destilada 
• soluccion Giemsa al 3% en agua destilada.

MUESTRA:

Sangre capilar o venosa anticoagulada con heparina o EDTA.

FUNDAMENTO:

Cuando se observa frotis sanguíneo fino para confirmar un diagnostico de paludismo,debe prestarse atención a los hematíes infectados y a los parásitos que dentro de ellos.

En las preparaciones de gota gruesa ,los hematíes están lisados por lo que el diagnostico de paludismo se basa en el aspecto de los parásitos que puedan encontrarse.Ademas en estas preparaciones ,los parásitos palúdicos suelen ser mas abundantes y compactos que en las extensiones finas.

TÉCNICA:

1. Hacemos un frotis de una gota de sangre ,colocando la gota en el centro del porta.
2. Depositamos tres gotas de sangre en el extremo derecho formando un triangulo ,con ayuda de otro porta limpio unir las tres gotas formando una sola gota.
3. Dejar secar la muestra en forma horizontal. 
4. Fijar la extensión.
5. Dejar secar la gota gorda durante 24 horas.
6.  Al día siguiente, volver a verter la muestra en una solución Giemsa en una cubeta de coloración. 
7. Colocar  el porta en el cestillo de la cubeta de coloración que contiene colorante.
8. Sumergir la preparación, en la gota gruesa,durante 30-45 minutos.
   
9. Verter agua limpia en otra cubeta y aclarar la muestra varias veces.
10. Dejar secar la muestra en forma vertical.

RESULTADO:

Cuando el enfermo estudiado padece un paludismo,en la extensión fina pueden encontrarse distintas formas evolutivas de los parásitos palúdicos,tanto en interior de los hematíes como fuera de ellos.

CICLO PLASMODIUM: 

                                                        foto de google.

HOJA DE TRABAJO:

¿Que colorante se utiliza para teñir la preparación de gota gruesa?

-GIEMSA.

¿Como están los hematíes en la preparación de gota gruesa?

-

¿Con que sustancias se fija la preparación de gota gruesa?

-METANOL.

RESULTADOS OBTENIDOS:

No se observan parásitos palúdicos.

TINCION DE WRIGHT.

MATERIAL :

• Microscopio.
• Cristalizador.
• Puentes de tincion.
• Pipetas pasteur con chupete.
• Frasco lavador.
• Tubos de ensayo.
• 

REACTIVOS:

Solución de eosina-azul de metileno según wright.

Solución tampon PH 7.2.

Aceite de inmersión.

MUESTRA:

Sangre capilar fresca o venosa anticoagulada . Los anticoagulantes mas adecuados son la heparina y el EDTA.

TECNICA:

1. hacer un frotis sanguineo,dejar secar al aire.
2. Colocamos horizontalmente en el puente de tincion y verter 1ml de azul metileno. Dejamos actuar 1 minuto y lavamos con tampon 7.2 y dejamos secar verticalmente.
3. En un tubo de ensayo diluimos 5 gotas de reactivo de wright y 5 gotas tampon de ph 7.2.mezclamos bien, teñimos la muestra dejar actuar 3-5 minutos lavamos con agua del grifo , lavamos con tampon hasta que deje salir teñida el agua ,dejamos secar horizontalmente

RESULTADOS:

Depositamos una gota de aceite de inmersion y observamos con el objetivo 100 x.

Las células que se observan son : eritrocitos, neutrofilos , eosinofilos  ,basofilos ,monocitos  y linfocitos.

HOJA DE TRABAJO:

¿Que tipo de colorante usamos en esta tincion?

-colorante de wright

¿Que solución empleamos como fijador?

-solución tampon 7,2

¿Cuanto tiempo debe estar en contacto el frotis con el colorante diluido?

-3-5 minutos.

TINCION DE GIEMSA :

-MATERIAL: 

• Microscopio 
• Portas
• Cristalizador
• Puentes de tincion 
• Pipetas pasteur con chupete
• Frascos lavadores
• Tubos de ensayo 
  

-REACTIVOS:

1. Colorante en solución según Giemsa 
2. Solución tampon 7.2 
3. Metanol
4. Aceite de Inmersión.

-MUESTRA:

Sangre capilar o venosa anticoagulada.

- TÉCNICA:

• Preparamos una extension de sangre .
• Colocamos el frotis sobre el puente de tincion, en el cristalizador y en posicion vertical.
• Cubrimos la extension con metanol durante 3 minutos. Escurrimos y los dejamos secar.
• Diluimos en un tubo de ensayo 0.2 ml de Giemsa con 2 ml de tampon 7.2.
  
• Mezclamos suavemente en un tubo y con una pipeta pasteur cubrimos el frotis con la dilucion de colorante ,dejando actuar 25 minutos. 
• Escurrimos y lavamos con agua de grifo, despues lavamos con tampon 7.2 hasta que deje de salir el liquido teñido . dejamos secar en posicion vertical.
• Una vez secado , depositamos una gota de aceite en el porta y observamos al microscopio con el objetivo 100x .

-RESULTADOS:

Se observan los eritrocitos de color rosado, y plaquetas color violeta

Los neutrofilos de color azul  violeta en el nucleo,y citoplasma de color rosa y granulaciones de cojor rojo.

Los eosinofilos se observa un nucleo de color azul violeta ,citoplasma azul y granulos de color anaranjado.

Los basofilos de color purpura en el nucleo y granulaciones de color azul oscuro.

Los monocitos y linfocitos se observan con un nucleo de color violeta ,citoplasma de azul y un poco mas claro los monocitos.

HOJA DE TRABAJO:

1. ¿Cuales son los anticoagulantes mas adecuados para esta técnica? - Heparina y EDTA.
2. ¿Con que reactivo fijamos la extensión ? - Metanol.
3. ¿Cuanto tiempo debe actuar el colorante en la extensión? -  25 minutos.

DETECCIÓN DE CUERPOS DE HEINZ :

-MATERIAL:

• Un tubo de ensayo
• 2 Pipetas graduadas.
• Pipeta pasteur .
• Baño maria.
• 2 portas 
• Microscopio.

-REACTIVOS: 

1. Cristal violeta 20ml.
2. Suero Salino 20ml
3. Agua destilada 20ml.
4. Liquido de inmersión.
   

-MUESTRA:

Sangre capilar.

-TECNICA :

1. Mezclamos en el tubo de ensayo 5 gotas de sangre y 5 gotas de la mezcla.
   
2. Meter en baño maria a 37º durante 5 minutos.
   
3. Hacemos una extensión sanguínea.
4. Dejamos secar la extensión.
5. Observamos al microscopio ,utilizando el aceite de inmersion,con el objetivo 100 x.

-RESULTADOS:

Se observan pequeñas granulaciones de color purpura,que se localizan en la periferia de los hematíes .

HOJA DE TRABAJO:

¿Cual es el colorante usado para teñir los cuerpos de Heinz?

-Cristal violeta.

¿De que color son los cuerpos de Heinz teñidos? 

- Violeta.

¿Donde se localizan los cuerpos de Heinz?

-Se localizan en el interior y exterior de la célula.

En la muestra realizada no se han encontrado cuerpos de Heinz.
NO tiene una hemoglobina inestable.